دوره 16، شماره 4 - ( زمستان 1403 )
جلد 16 شماره 4 صفحات 98-89 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Habibi Daronkolaei M, Tajick Ghanbary M A, Babaeizad V, Rahimian H, Dehestani A. (2024). The Role of Potassium Phosphite in Enhancing the Activity of Defense Enzymes in Rice Infected by Sheath Blight. J Crop Breed. 16(4), 89-98. doi:10.61186/jcb.16.4.89
URL: http://jcb.sanru.ac.ir/article-1-1557-fa.html
URL: http://jcb.sanru.ac.ir/article-1-1557-fa.html
حبیبی درونکلایی میلاد، تاجیک قنبری محمدعلی، بابایی زاد ولی اله، رحیمیان حشمت اله، دهستانی علی. نقش فسفیت پتاسیم در فعالیت آنزیم های دفاعی برنج مبتلا به سوختگی غلاف پژوهشنامه اصلاح گیاهان زراعی 1403; 16 (4) :98-89 10.61186/jcb.16.4.89
میلاد حبیبی درونکلایی1، محمدعلی تاجیک قنبری*1 
، ولی اله بابایی زاد1، حشمت اله رحیمیان1، علی دهستانی2
، ولی اله بابایی زاد1، حشمت اله رحیمیان1، علی دهستانی2
1- گروه گیاهپزشکی، دانشکده علوم زراعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران
2- پژوشکده ژنتیک و زیست فناوری تبرستان، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران
2- پژوشکده ژنتیک و زیست فناوری تبرستان، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران
چکیده: (864 مشاهده)
چکیده مبسوط
مقدمه و هدف: برنج (Oryza sativa L.)منبع غذایی بیش از نیمی از جمعیت جهان را فراهم میکند. بیماری ناشی از solani Rhizoctonia تولید برنج را بهشدت محدود کرده و منجر به زیان اقتصادی شدید شده و امنیت غذایی را تهدید کرده است. در حالحاضر استفاده از قارچکشهای تجاری مناسبترین روش برای کنترل این بیماری است اما استفاده از قارچ کشها باعث افزایش هزینه و آسیبهای زیست محیطی و بهداشتی میشود. بر این اساس استفاده از ترکیبات شیمیایی زیستسازگار یک استراتژی نوآورانه، در مدیریت یکپارچه محصول و در برابر طیف وسیعی از تنشها مؤثر است. از جمله این مواد شیمیایی زیست سازگار، میتوان به فسفیتها اشاره کرد که از طریق اثر مستقیم بر پاتوژن و غیرمستقیم با تحریک پاسخهای دفاعی میزبان موجب کاهش بیماری میشود.
مواد و روشها: بذور رقمهای طارم محلی و خزر تهیه و بهمنظور تولید گیاهچههای همسان و عاری از پاتوژن ضد عفونی گردیدند سپس بذور را جوانهدار کرده و به گلدانهای پلاستیکی حاوی خاک استریل منتقل و گلدانها به اتاقک رشد انتقال یافتند. تعدادی از گیاهچهها با فسفیت پتاسیم تیمار و تعدادی بهعنوان کنترل مثبت در نظر گرفته شدند. سپس تمام بوتهها با.solani Rآلوده گردیدند. نمونهبرداری از بافت برگی گیاهچههای تیمار شده و شاهد بهترتیب در بازههای زمانی0، 24، 48، 72 و 96 ساعت بعد از آلودگی انجام گرفت و نمونهبرداری در بازه زمانی ساعت 12-10 روز انجام گرفت. سپس عصاره برگی استخراج و برای اندازهگیری فعالیت آنزیمی (کاتالاز، پلیفنول اکسیداز و سوپر اکسید دیسموتاز) استفاده شد. شدت بیماری و فعالیت آنزیمی بهصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی در دو رقم طارم (مقاوم) و خزر (حساس) و دو تیمار فسفیت پتاسیم و .solani Rبا سه تکرار انجام گرفت.
یافتهها: نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثرات تیمارها در تمامی منابع تغییرات در میزان شدت بیماری و فعالیت آنزیمهای PPO و SOD معنیدار بوده ولی در میزان فعالیت آنزیم CAT اثرات تیمارها در تیمار-رقم غیر معنیدار ولی در منابع دیگر معنیدار بود. میزان شدت بیماری در گیاهان شاهد (تحت تنش بیمارگر) نسبت به گیاهان تیمار شده با فسفیت پتاسیم و در رقم حساس (خزر) نسبت به رقم مقاوم (طارم) بیشتر و معنیدار بود و همچنین در گیاهان شاهد و تیمار شده پیشرفت بیماری 21 روز بعد از آلودگی نسبت به روز یازدهم بیشتر بود. فعالیت آنزیمها در رقم مقاوم (طارم) و حساس (خزر) و بین دو تیمار فسفیت پتاسیم در حضور بیمارگر معنیدار بود. بیشترین میزان فعالیت آنزیمها مربوط به رقم طارم محلی و تیمار فسفیت پتاسیم در حضور بیمارگر و کمترین آن مربوط به رقم خزر و تیمار . solani Rبوده است. فعالیت آنزیم کاتالاز در هر دو تیمار و رقم در 24 ساعت بعد از آلودگی افزایش داشته سپس در ساعت 48 و 72 بهتدریج کم شده ولی در ساعت 96 بیشترین میزان فعالیت را نسبت به زمان صفر داشته است. فعالیت آنزیم پلیفنول اکسیداز در تمام بازههای زمانی روند افزایشی داشته است و فعالیت سوپر اکسید دیسموتاز بهتدریج اضافه شده و در ساعت 72 به بیشترین میزان خود رسید و پس از آن در ساعت 96 کاهش یافت.
مقدمه و هدف: برنج (Oryza sativa L.)منبع غذایی بیش از نیمی از جمعیت جهان را فراهم میکند. بیماری ناشی از solani Rhizoctonia تولید برنج را بهشدت محدود کرده و منجر به زیان اقتصادی شدید شده و امنیت غذایی را تهدید کرده است. در حالحاضر استفاده از قارچکشهای تجاری مناسبترین روش برای کنترل این بیماری است اما استفاده از قارچ کشها باعث افزایش هزینه و آسیبهای زیست محیطی و بهداشتی میشود. بر این اساس استفاده از ترکیبات شیمیایی زیستسازگار یک استراتژی نوآورانه، در مدیریت یکپارچه محصول و در برابر طیف وسیعی از تنشها مؤثر است. از جمله این مواد شیمیایی زیست سازگار، میتوان به فسفیتها اشاره کرد که از طریق اثر مستقیم بر پاتوژن و غیرمستقیم با تحریک پاسخهای دفاعی میزبان موجب کاهش بیماری میشود.
مواد و روشها: بذور رقمهای طارم محلی و خزر تهیه و بهمنظور تولید گیاهچههای همسان و عاری از پاتوژن ضد عفونی گردیدند سپس بذور را جوانهدار کرده و به گلدانهای پلاستیکی حاوی خاک استریل منتقل و گلدانها به اتاقک رشد انتقال یافتند. تعدادی از گیاهچهها با فسفیت پتاسیم تیمار و تعدادی بهعنوان کنترل مثبت در نظر گرفته شدند. سپس تمام بوتهها با.solani Rآلوده گردیدند. نمونهبرداری از بافت برگی گیاهچههای تیمار شده و شاهد بهترتیب در بازههای زمانی0، 24، 48، 72 و 96 ساعت بعد از آلودگی انجام گرفت و نمونهبرداری در بازه زمانی ساعت 12-10 روز انجام گرفت. سپس عصاره برگی استخراج و برای اندازهگیری فعالیت آنزیمی (کاتالاز، پلیفنول اکسیداز و سوپر اکسید دیسموتاز) استفاده شد. شدت بیماری و فعالیت آنزیمی بهصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی در دو رقم طارم (مقاوم) و خزر (حساس) و دو تیمار فسفیت پتاسیم و .solani Rبا سه تکرار انجام گرفت.
یافتهها: نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثرات تیمارها در تمامی منابع تغییرات در میزان شدت بیماری و فعالیت آنزیمهای PPO و SOD معنیدار بوده ولی در میزان فعالیت آنزیم CAT اثرات تیمارها در تیمار-رقم غیر معنیدار ولی در منابع دیگر معنیدار بود. میزان شدت بیماری در گیاهان شاهد (تحت تنش بیمارگر) نسبت به گیاهان تیمار شده با فسفیت پتاسیم و در رقم حساس (خزر) نسبت به رقم مقاوم (طارم) بیشتر و معنیدار بود و همچنین در گیاهان شاهد و تیمار شده پیشرفت بیماری 21 روز بعد از آلودگی نسبت به روز یازدهم بیشتر بود. فعالیت آنزیمها در رقم مقاوم (طارم) و حساس (خزر) و بین دو تیمار فسفیت پتاسیم در حضور بیمارگر معنیدار بود. بیشترین میزان فعالیت آنزیمها مربوط به رقم طارم محلی و تیمار فسفیت پتاسیم در حضور بیمارگر و کمترین آن مربوط به رقم خزر و تیمار . solani Rبوده است. فعالیت آنزیم کاتالاز در هر دو تیمار و رقم در 24 ساعت بعد از آلودگی افزایش داشته سپس در ساعت 48 و 72 بهتدریج کم شده ولی در ساعت 96 بیشترین میزان فعالیت را نسبت به زمان صفر داشته است. فعالیت آنزیم پلیفنول اکسیداز در تمام بازههای زمانی روند افزایشی داشته است و فعالیت سوپر اکسید دیسموتاز بهتدریج اضافه شده و در ساعت 72 به بیشترین میزان خود رسید و پس از آن در ساعت 96 کاهش یافت.
نتیجهگیری: کاتالاز تبدیل هیدروژن پراکسید به آب و اکسیژن را کاتالیز میکند، بنابراین گیاه را در برابر آسیبهای اکسیداتیو بیمارگرها محافظت مینماید. در گیاهان بیمار در حضور فسفیت پتاسیم فعالیت آنزیم به نسبت به گیاهان شاهد آلوده افزایش پیدا کرد که میتوان نتیجه گرفت فسفیت پتاسیم باعث فعالیت بیشتر آنزیم در گیاهان در برابر پاتوژن میشود. پلیفنل اکسیدازها اکسیداسیون فنل را به کینون کاتالیز میکند و شرایط را برای توسعه پاتوژن نامساعد میکند و در تیمار فسفیت پتاسیم با القای مقاومت باعث تولید بیشتر کینونها شده و محیط را برای پاتوژن سمی کرده در نتیجه میزان گسترش بیماری نسبت به تیمار . solani Rکمتر شده است. سوپر اکسید دیسموتاز عملکرد مهمی بهعنوان سیگنال‌هایی در مسیرهای انتقال بوده و بهعنوان محرک آسیب سلولی در هنگام تولید بیش از حد اکسیژن نقش مهمی در فیزیولوژی گیاه دارد. در گیاهان تیمار شده با فسفیت پتاسیم حداکثر فعالیت آنزیم در ساعت 72 ولی در گیاهان شاهد 96 ساعت بعد از آلودگی بود که میتوان نتیجه گرفت فسفیت پتاسیم باعث کاهش تنش اکسیدانیو شده و از پیشرفت بیماری وعلائم جلوگیری کرده است. در این پژوهش فعالیت آنزیمهای کاتالاز، پلیفنول اکسیداز و سوپر اکسید دیسموتاز در رقم حساس (خزر) نسبت به رقم (مقاوم) پایینتر بوده که نشان دهنده این است در رقم خزر سطح گونههای اکسیژن فعال بیشتر بوده در نتیجه گسترش و علائم بیماری بیشتر است. . solani Rبا تولید آنزیم و توکسین باعث مرگ سلولی در گیاه میشود ولی فسفیت پتاسیم با افزایش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی کاتالاز، پلیفنول اکسیداز و سوپر اکسید دیسموتاز از مرگ سلولی جلوگیری میکند در نتیجه مانع پیشروی قارچ میشود. بنابراین میتوان از فسفیت پتاسیم بهعنوان ترکیب شیمیایی زیست سازگار بهجای قارچکشها در مدیریت یکپارچه بیماری استفاده کرد.
واژه‌های کلیدی: آنزیم های آنتیاکسیدانی، قارچکش ها، گونه های فعال اکسیژن، مقاومت القایی، R. solani
فهرست منابع
1. Aebi, H. (1984). Catalase in vitro. Methods in Enzymology, 105, 121-6. doi: 10.1016/s0076-6879(84)05016-3. [DOI:10.1016/S0076-6879(84)05016-3]
2. Ahn, I. P., Kim, S., Lee, Y. H., & Suh, S. C. (2007). Vitamin B1-induced priming is dependent on hydrogen peroxide and the NPR1 gene in Arabidopsis. Plant Physiology, 143(2), 838-848. [DOI:10.1104/pp.106.092627]
3. Altamiranda, E. A. G., Andreu, A. B., Daleo, G. R., & Olivieri, F. P. (2008). Effect of β-aminobutyric acid (BABA) on protection against Phytophthora infestans throughout the potato crop cycle. Australasian Plant Pathology, 37, 421-427. [DOI:10.1071/AP08033]
4. Andreu, A. B., Caldiz, D. O., & Forbes, G. A. (2010). Phenotypic expression of resistance to Phytophthora infestans in processing potatoes in Argentina. American Journal of Potato Research, 87, 177-187. [DOI:10.1007/s12230-009-9121-z]
5. Bari, R., & Jones, J. D. (2009). Role of plant hormones in plant defence responses. Plant Molecular Biology, 69, 473-488. [DOI:10.1007/s11103-008-9435-0]
6. Beckers, G. J., & Conrath, U. (2007). Priming for stress resistance: from the lab to the field. Current Opinion in Plant Biology, 10(4), 425-431. [DOI:10.1016/j.pbi.2007.06.002]
7. Beyer Jr, W. F., & Fridovich, I. (1987). Assaying for superoxide dismutase activity: some large consequences of minor changes in conditions. Analytical Biochemistry, 161(2), 559-566. [DOI:10.1016/0003-2697(87)90489-1]
8. Cohen, Y., Eyal, H., & Hanania, J. (1990). Ultrastructure, autofluorescence, callose deposition and lignification in susceptible and resistant muskmelon leaves infected with the powdery mildew fungus Sphaerotheca fuliginea. Physiological and Molecular Plant Pathology, 36(3), 191-204. [DOI:10.1016/0885-5765(90)90025-S]
9. Conrath, U., Beckers, G. J., Flors, V., García-Agustín, P., Jakab, G., Mauch, F., ... & Mauch-Mani, B. (2006). Priming: getting ready for battle. Molecular Plant-Microbe Interactions, 19(10), 1062-1071. [DOI:10.1094/MPMI-19-1062]
10. Cooke, L. R., Schepers, H. T. A. M., Hermansen, A., Bain, R. A., Bradshaw, N. J., Ritchie, F., ... & Nielsen, B. J. (2011). Epidemiology and integrated control of potato late blight in Europe. Potato Research, 54, 183-222. [DOI:10.1007/s11540-011-9187-0]
11. Debnath, B., Irshad, M., Mitra, S., Li, M., Rizwan, H. M., Liu, S., ... & Qiu, D. (2018). Acid rain deposition modulates photosynthesis, enzymatic and non-enzymatic antioxidant activities in tomato. International Journal of Environmental Research, 12, 203-214. [DOI:10.1007/s41742-018-0084-0]
12. Deliopoulos, T., Kettlewell, P. S., & Hare, M. C. (2010). Fungal disease suppression by inorganic salts: a review. Crop Protection, 29(10), 1059-1075. [DOI:10.1016/j.cropro.2010.05.011]
13. Derakhshan, A., Babaeizad, V., Panjekeh, N., & Taheri, A. (2020). Study of biochemical and molecular changes of iranian rice cultivars in interaction with bacterial pathogen Xanthomonas oryzae pv. oryzae causes leaf blight disease. Journal of Crop Breeding, 12(36), 77-89. [In Persian] [DOI:10.52547/jcb.12.36.77]
14. Eshraghi, L. E., Anderson, J., Aryamanesh, N., Shearer, B., McComb, J., Hardy, G. S., & O'Brien, P. A. (2011). Phosphite primed defence responses and enhanced expression of defence genes in Arabidopsis thaliana infected with Phytophthora cinnamomi. Plant Pathology, 60(6), 1086-1095. [DOI:10.1111/j.1365-3059.2011.02471.x]
15. Farahani, A. S., Taghavi, S. M., Afsharifar, A., & Niazi, A. (2016). Changes in expression of pathogenesis-related gene 1, pathogenesis-related gene 2, phenylalanine ammonia-lyase and catalase in tomato in response to Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum. Journal of Plant Pathology, 525-530.
16. Fernández-Ocaña, A., Chaki, M., Luque, F., Gómez-Rodríguez, M. V., Carreras, A., Valderrama, R., ... & Barroso, J. B. (2011). Functional analysis of superoxide dismutases (SODs) in sunflower under biotic and abiotic stress conditions. Identification of two new genes of mitochondrial Mn-SOD. Journal of Plant Pathology, 168(11), 1303-1308. [DOI:10.1016/j.jplph.2011.01.020]
17. Friedman, M. (1996). Food browning and its prevention: an overview. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 44(3), 631-653. [DOI:10.1021/jf950394r]
18. Hamiduzzaman, M. M., Jakab, G., Barnavon, L., Neuhaus, J. M., & Mauch-Mani, B. (2005). β-Aminobutyric acid-induced resistance against downy mildew in grapevine acts through the potentiation of callose formation and jasmonic acid signaling. Molecular Plant-Microbe Interactions, 18(8), 819-829. [DOI:10.1094/MPMI-18-0819]
19. Jockusch, H. (1966). The role of host genes, temperature and polyphenoloxidase in the necrotization of TMV infected tobacco tissue. Journal of Phytopathology, 55(2), 185-192. [DOI:10.1111/j.1439-0434.1966.tb02222.x]
20. Kavitha, R., & Umesha, S. (2008). Regulation of defense-related enzymes associated with bacterial spot resistance in tomato. Phytoparasitica, 36, 144-159. [DOI:10.1007/BF02981327]
21. Kawasaki, T., Henmi, K., Ono, E., Hatakeyama, S., Iwano, M., Satoh, H., & Shimamoto, K. (1999). The small GTP-binding protein Rac is a regulator of cell death in plants. Proceedings of the National Academy of Sciences, 96(19), 10922-10926. [DOI:10.1073/pnas.96.19.10922]
22. Lee, J., Bricker, T. M., Lefevre, M., Pinson, S. R., & Oard, J. H. (2006). Proteomic and genetic approaches to identifying defence‐related proteins in rice challenged with the fungal pathogen Rhizoctonia solani. Molecular Plant Pathology, 7(5), 405-416. [DOI:10.1111/j.1364-3703.2006.00350.x]
23. Lee, S., Lee, H. J., Jung, J. H., & Park, C. M. (2015). The A rabidopsis thaliana RNA‐binding protein FCA regulates thermotolerance by modulating the detoxification of reactive oxygen species. New Phytologist, 205(2), 555-569. [DOI:10.1111/nph.13079]
24. Lim, S., Borza, T., Peters, R. D., Coffin, R. H., Al-Mughrabi, K. I., Pinto, D. M., & Wang-Pruski, G. (2013). Proteomics analysis suggests broad functional changes in potato leaves triggered by phosphites and a complex indirect mode of action against Phytophthora infestans. Journal of Proteomics, 93, 207-223. [DOI:10.1016/j.jprot.2013.03.010]
25. Liu, H., Jiang, W., Bi, Y., & Luo, Y. (2005). Postharvest BTH treatment induces resistance of peach (Prunus persica L. cv. Jiubao) fruit to infection by Penicillium expansum and enhances activity of fruit defense mechanisms. Postharvest Biology and Technology, 35(3), 263-269. [DOI:10.1016/j.postharvbio.2004.08.006]
26. Liu, Y., Yao, Y., Hu, X., Xing, S., & Xu, L. (2015). Cloning and allelic variation of two novel catalase genes (SoCAT-1 and SsCAT-1) in Saccharum officinarum L. and Saccharum spontaneum L. Biotechnology & Biotechnological Equipment, 29(3), 431-440. [DOI:10.1080/13102818.2015.1018839]
27. Lobato, M. C., Machinandiarena, M. F., Tambascio, C., Dosio, G. A., Caldiz, D. O., Daleo, G. R., ... & Olivieri, F. P. (2011). Effect of foliar applications of phosphite on post-harvest potato tubers. European Journal of Plant Pathology, 130, 155-163. [DOI:10.1007/s10658-011-9741-2]
28. Machinandiarena, M. F., Lobato, M. C., Feldman, M. L., Daleo, G. R., & Andreu, A. B. (2012). Potassium phosphite primes defense responses in potato against Phytophthora infestans. Journal of Plant Physiology, 169(14), 1417-1424. [DOI:10.1016/j.jplph.2012.05.005]
29. Marshall, D. S., & Rush, M. C. (1980). Infection cushion formation on rice sheaths by Rhizoctonia solani. Phytopathology, 70(10), 947-950. [DOI:10.1094/Phyto-70-947]
30. Mittler, R. (2002). Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends in Plant Science, 7(9), 405-410. [DOI:10.1016/S1360-1385(02)02312-9]
31. Mofidnakhaei, M., Abdossi, V., Dehestani, A., Pirdashti, H., & Babaeizad, V. (2016). Potassium phosphite affects growth, antioxidant enzymes activity and alleviates disease damage in cucumber plants inoculated with Pythium ultimum. Archives of Phytopathology and Plant Protection, 49(9-10), 207-221. [DOI:10.1080/03235408.2016.1180924]
32. Mohammadi, M. A., Zhang, Z., Xi, Y., Han, H., Lan, F., Zhang, B., & Wang-Pruski, G. (2019). Effects of Potassium Phosphite on biochemical contents and enzymatic activities of Chinese potatoes inoculated by Phytophthora infestans. Applied Ecology & Environmental Research, 17(2). [DOI:10.15666/aeer/1702_44994514]
33. Mohammadi, S., & Atashpanjeh, M (2022). Evaluating the Reaction of Different Species of Beans to Macrophomina phaseolina, Rhizoctonia solani and Fusarium solani In Vitro. Journal of Iranian Plant Protection Research, 36(2), 141-151. [In Persian]
34. Mondal, A., Dutta, S., Nandi, S., Das, S., & Chaudhuri, S. (2012). Changes in defence-related enzymes in rice responding to challenges by Rhizoctonia solani. Archives of Phytopathology and Plant Protection, 45(15), 1840-1851. [DOI:10.1080/03235408.2012.712831]
35. Ngadze, E., Icishahayo, D., Coutinho, T. A., & Van der Waals, J. E. (2012). Role of polyphenol oxidase, peroxidase, phenylalanine ammonia lyase, chlorogenic acid, and total soluble phenols in resistance of potatoes to soft rot. Plant Disease, 96(2), 186-192. [DOI:10.1094/PDIS-02-11-0149]
36. Nie, Q., Gao, G. L., Fan, Q. J., Qiao, G., Wen, X. P., Liu, T., ... & Cai, Y. Q. (2015). Isolation and characterization of a catalase gene "HuCAT3" from pitaya (Hylocereus undatus) and its expression under abiotic stress. Gene, 563(1), 63-71. [DOI:10.1016/j.gene.2015.03.007]
37. Oliveira, C. M., Ferreira, A. C. S., De Freitas, V., & Silva, A. M. (2011). Oxidation mechanisms occurring in wines. Food Research International, 44(5), 1115-1126. [DOI:10.1016/j.foodres.2011.03.050]
38. Olivieri, F. P., Feldman, M. L., Machinandiarena, M. F., Lobato, M. C., Caldiz, D. O., Daleo, G. R., & Andreu, A. B. (2012). Phosphite applications induce molecular modifications in potato tuber periderm and cortex that enhance resistance to pathogens. Crop Protection, 32, 1-6. [DOI:10.1016/j.cropro.2011.08.025]
39. Pan, X. B., Rush, M. C., Sha, X. Y., Xie, Q. J., Linscombe, S. D., Stetina, S. R., & Oard, J. H. (1999). Major gene, nonallelic sheath blight resistance from the rice cultivars Jasmine 85 and Teqing. Crop Science, 39(2), 338-346. [DOI:10.2135/cropsci1999.0011183X003900020006x]
40. Park, D. S., Sayler, R. J., Hong, Y. G., Nam, M. H., & Yang, Y. (2008). A method for inoculation and evaluation of rice sheath blight disease. Plant Disease, 92(1), 25-29. [DOI:10.1094/PDIS-92-1-0025]
41. Pilbeam, R. A., Howard, K., Shearer, B. L., & Hardy, G. E. S. J. (2011). Phosphite stimulated histological responses of Eucalyptus marginata to infection by Phytophthora cinnamomi. Trees, 25, 1121-1131. [DOI:10.1007/s00468-011-0587-1]
42. Reisi Dehkorddi, S., Radman, N., Taheri, A. H., & Sabbagh, S. K. (2022). The Effect of Sodium Silicate in Inducing Systemic Resistance in Cucumber Fusarium Stem and Root Rot. Journal of Iranian Plant Protection Research, 36(2), 169-182.
43. del Río, L. A., Corpas, F. J., López-Huertas, E., & Palma, J. M. (2018). Plant superoxide dismutases: Function under abiotic stress conditions. Antioxidants and Antioxidant Enzymes in Higher Plants, 1-26. [DOI:10.1007/978-3-319-75088-0_1]
44. Sayari, M., Babaeizad, V., Ghanbari, M. A. T., & Rahimian, H. (2014). Expression of the pathogenesis related proteins, NH-1, PAL, and lipoxygenase in the iranian Tarom and Khazar rice cultivars, in reaction to Rhizoctonia solani-the causal agent of rice sheath blight. Journal of Plant Protection Research, 54(1). [DOI:10.2478/jppr-2014-0006]
45. Su, Y., Guo, J., Ling, H., Chen, S., Wang, S., Xu, L., ... & Que, Y. (2014). Isolation of a novel peroxisomal catalase gene from sugarcane, which is responsive to biotic and abiotic stresses. PLoS One, 9(1), e84426. [DOI:10.1371/journal.pone.0084426]
46. Zou, J. H., Pan, X. B., Chen, Z. X., Xu, J. Y., Lu, J. F., Zhai, W. X., & Zhu, L. H. (2000). Mapping quantitative trait loci controlling sheath blight resistance in two rice cultivars (Oryza sativa L.). Theoretical and Applied Genetics, 101, 569-573. [DOI:10.1007/s001220051517]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
