دوره 13، شماره 37 - ( بهار 1400 )
جلد 13 شماره 37 صفحات 108-94 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Asghari Zakaria R, Khezri M, Zare N, Minaei Minabad S. (2021). The Effect of Different Combinations of Plant Growth Regulators in MS medium on Callus Induction and Direct Regeneration of Galega officinalis. jcb. 13(37), 94-108. doi:10.52547/jcb.13.37.94
URL: http://jcb.sanru.ac.ir/article-1-1169-fa.html
URL: http://jcb.sanru.ac.ir/article-1-1169-fa.html
اصغری زکریا رسول، خضری مریم، زارع ناصر، مینایی میناباد سمیرا. تأثیر ترکیبات مختلف تنظیم‌کننده‌های رشد گیاهی در محیط کشت MS بر القای کالوس و باززایی مستقیم گیاه دارویی گالگا پژوهشنامه اصلاح گیاهان زراعی 1400; 13 (37) :108-94 10.52547/jcb.13.37.94
گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشگاه محقق اردبیلی
چکیده: (2260 مشاهده)
این پژوهش با هدف ارزیابی اثر نوع و غلظت‌های مختلف تنظیم‌کننده‌های رشد گیاهی بر کالوس‌زایی و باززایی ریزنمونه‌های مختلف گیاه دارویی گالگا (Galega officinalis) در محیط کشت MS انجام شد. بهمنظور القای کالوس، ریزنمونه‌های برگ، ریشه، هیپوکوتیل و ساقه گره‌دار این گیاه روی محیط کشت MS حاوی غلظت‌های مختلف از 2,4-D (0/5، 1، 3 و 5 میلی‌گرم در لیتر) در ترکیب با BAP و یا Kin (هر یک صفر، 0/5، 1 و 3 میلی‌گرم در لیتر) کشت شدند. نتایج نشان داد که 2,4-D در ترکیب با Kin در القای کالوس بسیار مؤثر بوده و در بیشتر غلظت‌های مورد استفاده منجر به القای 100 درصدی کالوس شد. از بین آنها، ترکیب 5 میلی‌گرم در لیتر 2,4-D با 0/5 میلی‌گرم در لیتر Kin در ریزنمونه ساقه گره‌دار موجب بیشترین رشد کالوس با میانگین 1450 میلی‌گرم وزن تر کالوس شد. به منظور القای باززایی، ریزنمونه‌های برگ، کوتیلدون و ساقه گره‌دار در محیط حاوی غلظت‌های مختلف از BAP یا Kin در ترکیب با NAA کشت شدند. با این حال باززایی تنها در ریزنمونه ساقه گره‌دار مشاهده شد. بیشترین میزان باززایی مربوط به غلظت 0/1: 0/25 در هر دو ترکیب BAP:NAA و Kin:NAA با میانگین 93/33 درصد بود. بیشترین میزان شاخساره القا شده (با میانگین 2/86 شاخساره( و بیشترین طول شاخساره (با میانگین 5/6 سانتی‌متر) در هر ریزنمونه مربوط به ترکیب BAP:NAA به ترتیب با غلظت 0/5 :2 و 0/1: 2 میلی‌گرم در لیتر بود. نوساقه‌های حاصل از آزمایش باززایی جهت ریشه‌دار شدن، به محیط کشت MS حاوی سطوح مختلف NAA و IAA منتقل شدند. نتایج مقایسات میانگین نشان داد که غلظت‌های 0/25 و 0/5 میلی‌گرم در لیتر NAA یا IAA منجر به بیشترین درصد ریشه‌زایی با میانگین حدود 90 درصد شدند. بیشترین تعداد ریشه القا شده مربوط به گیاهچه‌های کشتشده در تیمار 0/25 میلی‌گرم در لیتر از هر دو تنظیم‌کننده رشد NAA و IAA (با میانگین 4 ریشه در ریزنمونه) و همچنین بیشترین طول ریشه، در گیاهچه‌های کشتشده در غلظت 0/25 میلی‌گرم در لیتر IAA (با میانگین 6/5 سانتی‌متر) مشاهده شد. در این پژوهش، مناسب‌ترین ترکیب محیط کشت و ریزنمونه بهمنظور کالوس‌زایی و باززایی مستقیم گیاه گالگا معرفی شد که می‌تواند در مطالعات زیست‌فناوری آتی در این گیاه دارویی مفید باشد.
نوع مطالعه: پژوهشي |
موضوع مقاله:
بيوتكنولوژي گياهي
دریافت: 1399/7/11 | ویرایش نهایی: 1400/3/11 | پذیرش: 1399/12/20 | انتشار: 1400/3/11
دریافت: 1399/7/11 | ویرایش نهایی: 1400/3/11 | پذیرش: 1399/12/20 | انتشار: 1400/3/11
فهرست منابع
1. Abdollahpoor, M., S. Kalantari, M. Azizi and Y.A. Saadat. 2017. In vitro shoot proliferation of Hypericum perforatum L. through indirect and direct plant regeneration. Journal of Medicinal Plants and By-Product, 6(1): 81-89.
2. Agyare, C., V. Spiegler, A. Asase, M. Scholz, G. Hempel and A. Hensel. 2018. An ethnopharmacological survey of medicinal plants traditionally used for cancer treatment in the Ashanti region, Ghana. Journal of Ethnopharmacology, 212: 137-152. [DOI:10.1016/j.jep.2017.10.019]
4. Amoo, S.O., A.O. Aremu and J. Van Staden. 2012. In vitro plant regeneration, secondary metabolite production and antioxidant activity of micropropagated Aloe arborescens Mill. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 111(3): 345-358. [DOI:10.1007/s11240-012-0200-3]
6. Asadi, A., C. Vedadi, M. Rahimi and B. Naserian. 2009. Effect of plant growth hormones on root and shoot regeneration in Rose (Morrasia) under invitro conditions. Bioscience Research, 6(1): 40-45.
7. Atanasov, A. 2016. Anti-platelet fraction isolated from Galega officinalis. Acta Medica Bulgarica, 43(2): 5-10. [DOI:10.1515/amb-2016-0011]
9. Awan, M.F., M.S. Iqbal, M.N. Sharif, B. Tabassum, M. Tariq and K.N. Soumendra. 2019. Evaluation of genotypic and hormone mediated callus induction and regeneration in sugarcane (Saccharum officinarum L.). International Journal of Botany Studies, 4(6): 70-76.
10. Azadi, P., M. Khosh-Khui, E. Beyramizadeh and H. Bagheri. 2007. Optimization of factors affecting in vitro proliferation and rooting of Rosa hybrida L. cv.'Rafaela.' International Journal of Agricultural Research, 2(7): 626-631. [DOI:10.3923/ijar.2007.626.631]
12. Bagheri, A. and M. Safari. 2009. Fundamentals of plant tissue culture. Mashhad Ferdowsi University Press, 406 pp (In Persian).
13. Bagherniya, M., V. Nobili, C.N. Blesso and A. Sahebkar. 2018. Medicinal plants and bioactive natural compounds in the treatment of non-alcoholic fatty liver disease: A clinical review. Pharmacological Research, 130: 213-240. [DOI:10.1016/j.phrs.2017.12.020]
15. Bailey, C. and C. Day. 2004. Metformin: Its botanical background. Practical Diabetes International, 21: 115-117. [DOI:10.1002/pdi.606]
17. Baravardi, H., G.A. Ranjbar and F.A. Kamali. 2015. Comparison of amount of callus induction in Juniperus Excelsa on MS and WPM culture media using different concentration of NAA, 2, 4-D and Kin. Journal of Crop Breeding, 7(16):149-157 (In persian).
18. Behera, S., S. K. Kar, K.K. Rout, D.P. Barik, P.C. Panda, K.N. Soumendra. 2019. Assessment of genetic and biochemical fidelity of field-established Hedychium coronarium J. Koenig regenerated from axenic cotyledonary node on meta-topolin supplemented medium. Industrial Crops and Products, 134: 206-215. [DOI:10.1016/j.indcrop.2019.03.051]
20. Chan, M., J. Zhao, P. Brown and I.A. Khan. 2010. Phytochemical study of Galega officinalis. Planta Medica, 76(05): 62. [DOI:10.1055/s-0030-1251824]
22. Chen, S.L., H. Yu., H.M. Luo, Q. Wu, C.F. Li and A. Steinmetz. 2016. Conservation and sustainable use of medicinal plants: problems, progress, and prospects. Chinese Medicine, 11: 37. [DOI:10.1186/s13020-016-0108-7]
24. Chevallier, A. 1998. The Encyclopedia of Medicinal Plants. DK Publishing Inc.
25. Custers, J.B.M. and E.C. Verstappen. 1989. Improvement of in vitro growth of cucumber. Report of Cucurbit Genetics Cooperative, (12): 20-22.
26. Elaleem, K.G.A., R.S. Modawi and M.M. Khalafalla. 2009. Effect of plant growth regulators on callus induction and plant regeneration in tuber segment culture of potato (Solanum tuberosum L.) cultivar Diamant. African Journal of Biotechnology, 8(11): 2529-2534.
27. Evans, J.O. 1984. Goatsrue eradication- A realistic goal. Utah State Science. 45:9-11.
28. Evans, J., C. Dalley and M. Larson. 1997. Prospects and challenges for goats rue eradication. Western Society of Weed Science, 50: 25-26.
29. Finch‐Savage, W.E. and G. Leubner‐Metzger. 2006. Seed dormancy and the control of germination. New Phytologist, 171(3): 501-523. [DOI:10.1111/j.1469-8137.2006.01787.x]
31. Gamborg, O.L., T. Murashige, T.A. Thorpe and I.K. Vasil. 1976. Plant tissue culture media. In Vitro, 12(7): 473-478. [DOI:10.1007/BF02796489]
33. Gaspar, T.H., C. Kevers, O. Faivre-Rampant, M. Crèvecoeur, C.L. Penel, H. Greppin and J. Dommes. 2003. Changing concepts in plant hormone action. In Vitro Cellular and Developmental Biology-Plant, 39(2): 85. [DOI:10.1079/IVP2002393]
35. Gentile, A., M.J. Gutiérrez, J. Martinez, A. Frattarelli, P. Nota and E. Caboni. 2014. Effect of meta-topolin on micropropagation and adventitious shoot regeneration in Prunus rootstocks. Plant Cell. Tissue and Organ Culture (PCTOC), 118(3): 373-381. [DOI:10.1007/s11240-014-0489-1]
37. George, E.F., M.A. Hall and G.J.D. Klerk. 2008. Plant Growth Regulators I: Introduction; Auxins, their Analogues and Inhibitors. In: George, E. F., M. A. Hall and G. J. D. Klerk. (eds) Plant Propagation by Tissue Culture. Springer, Dordrecht.
38. González-Andrés, F., P.A. Redondo, R. Pescador and B. Urbano. 2004. Management of Galega officinalis L. and preliminary results on its potential for milk production improvement in sheep. New Zealand Journal of Agricultural Research, 47(2): 233-245. [DOI:10.1080/00288233.2004.9513591]
40. Idowu, P.E., D.O. Ibitoye and O.T. Ademoyegun. 2009. Tissue culture as a plant production technique for horticultural crops. African Journal of Biotechnology, 8(16): 3782-3788.
41. Jangjou, Kh., A. Hassani, B. Hosseini and M. Jafari. 2014. Effect of explant type and different compounds PGRs on direct regeneration of Lemongrass (Melissa officinalis L.). Iranian Journal of Horticultural Science, 45(4): 391-399 (In Persian).
42. Jesmin, R. and M.A.K. Mian. 2016. Callus induction and efficient plant regeneration in Cucumber (Cucumis sativus L.). Journal of Bioscience and Agriculture Research, 9: 796-803. [DOI:10.18801/jbar.090216.96]
44. Jeyakumar, J.J. and M. Kamaraj. 2015. Direct organogenesis of hypocotyl explants from In vitro seedlings of Cucumis Anguria L. Global Journal of Biology Agriculture and Health Science, 4: 24-27.
45. Karakaş, F.P., G. CinGoz and A. Turker. 2016. Enhancement of direct shoot regeneration and determination of bioactive secondary metabolites in leaves of Galega officinalis L. Turkish Journal of Biology, 40(6): 1311-1319. [DOI:10.3906/biy-1603-70]
47. Karakas, F.P., A. Turker, A. Karakas and V. Mshvildadze. 2016. Cytotoxic, anti-inflammatory and antioxidant activities of four different extracts of Galega officinalis L. (Goat's rue). Tropical Journal of Pharmaceutical Research, 15(4): 751-757. [DOI:10.4314/tjpr.v15i4.12]
49. Karakaş, F.P., A. Yildirim and A. Turker. 2012. Biological screening of various medicinal plant extracts for antibacterial and antitumor activities. Turkish Journal of Biology, 36: 641-652. [DOI:10.3906/biy-1203-16]
51. Khawar, K.M., E.O. Sarhin, C.S. Sevimay, S. Cocu, I. Parmaksiz, S. Uranbey, A. Ipeck, S. Ozcan and M.D. Kaya. 2005. Adventitious shoot regeneration and micropropagation of Plantago lanceolata L. Biologia plantarum, 48(3): 449-451. [DOI:10.1023/B:BIOP.0000041102.79647.b6]
53. Klugh, K. 1998. Goatsure, Galega officinalis, in Pennsylvania. Regulatory Horticulture, 24(2): 25-28.
54. Lasseigne, A. 2003. Invasive Plants of the Eastern United States: Galega sp. Noxious Weeds of the Federal Noxious Weed Act, (26).
55. Le Bail, J.C., Y. Champavier., A.J. Chulia and G. Habrioux. 2000. Effects of phytoestrogens on aromatase, 3β and 17β-hydroxysteroid dehydrogenase activities and human breast cancer cells. Life Sciences, 66(14): 1281-1291. [DOI:10.1016/S0024-3205(00)00435-5]
57. Luka, C. and B. Omoniva. 2012. Effect of some phytochemicals extracted from goat's rue (Galega officinalis) on some biochemical parameters in normal and alloxan-induced diabetic rats. Journal of Natural Product and Plant Resources, 2(5): 628-632.
58. Madzikane-Mlungwana, O., M. Moyo, A.O. Aremu, L. Plíhalová, K. Doležal, J. Van Staden and J.F. Finnie. 2017. Differential responses to isoprenoid, N 6-substituted aromatic cytokinins and indole-3-butyric acid in direct plant regeneration of Eriocephalus africanus. Plant Growth Regulation, 82(1): 103-110. [DOI:10.1007/s10725-016-0242-3]
60. Maqbool, Q., A. Sidorowicz, M. Nazar, N. Jabeen, S. Anwaar and I. Ahmad. 2019. Organometallic cerium oxide nanostructures acted as nanofertilizer during callogenesis and organogenesis of recalcitrant plant Berberis lycium Royle. Materials Today Communications, 20: 100544. [DOI:10.1016/j.mtcomm.2019.100544]
62. Masoumiasl A., A. Aryiaeineghad and M. Dehdeari. 2015. Assessment of direct regeneration in germany (Matricaria chamomilla L.) and shirazi ghamomiles (Matricaria recutita L.). Journal of Horticulture Science, 29(4): 601-609.
63. Murray, D.R. 1984. Seed Physiology: Germination and Reserve Mobilization. Academic Press.
64. Nasri, F., H. Zakizadeh, Y. Vafaee and A.A. Mozafar. 2018. Callus induction and plant regeneration of Chrysanthemum morifolium and C. coccineum via direct and indirect organogenesis and genetic fidelity analysis using IRAP, ISSR and SCoT molecular markers. Journal of Ornamental Plants, 8(4): 265-284.
65. Našinec, V. and B. Němcová. 1990. Goat's Rue (Galega officinalis L.). In: Bajaj, Y.P.S. (ed) Legumes and Oilseed Crops I. Biotechnology in Agriculture and Forestry, Springer, Berlin, Heidelberg, 10. [DOI:10.1007/978-3-642-74448-8_16]
67. Oldham, M. and C.V. Ransom. 2009. Goats rue (Galega officinalis) seed biology. Weed Science, 57(2): 149-154. [DOI:10.1614/WS-08-105.1]
69. Olyaei, Z., R. Asghari Zakaria, N. Zare and D. Berenji. 2020. Effect of different plant growth regulators on callus induction and regeneration of Papaver fugax poir. Journal of Crop Breeding, 12(33): 192-201 (In Persisn). [DOI:10.29252/jcb.12.33.192]
71. Palei, S., G.R. Rout, A.K. Das and D.K. Dash. 2017. Callus induction and indirect regeneration of strawberry (Fragaria Ananassa) Duch. CV. Chandler. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences, 6(11): 1311-1318. [DOI:10.20546/ijcmas.2017.611.157]
73. Patterson, D.T. 1992. Effect of temperature and photoperiod on growth and reproductive development of goats, rue. Journal of Range Management, 45(5): 449-453. [DOI:10.2307/4002901]
75. Peiretti, P.G. and F. Gai. 2006. Chemical composition, nutritive value, fatty acid and amino acid contents of Galega officinalis L. during its growth stage and in regrowth. Animal Feed Science and Technology, 130(3-4): 257-267. [DOI:10.1016/j.anifeedsci.2006.01.007]
77. Rani, A., M. Kumar and S. Kumar. 2014. Effect of growth regulators on micropropagation of Rauvolfia serpentina L. Benth. Journal of Applied and Natural Science, 6(2): 507-511. [DOI:10.31018/jans.v6i2.490]
79. Rout, G.R., A. Mohapatra and S.M. Jain. 2006. Tissue culture of ornamental pot plant: A critical review on present scenario and future prospects. Biotechnology Advances, 24(6): 531-560. [DOI:10.1016/j.biotechadv.2006.05.001]
81. Sharma, R.K., A.K. Wakhlu and M. Boleria. 2004. Micropropagation of Anethum graveolens L. through axillary shoot proliferation. Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology, 13(2): 157-159. [DOI:10.1007/BF03263214]
83. Sheikhi, M., L. Fahmideh, F. Benakashani and M. Solouki. 2020. Investigation of the direct regeneration of Capparis spinosa L. in MS medium containing different hormones. Journal of Crop Breeding, 12(34): 54-61. [DOI:10.29252/jcb.12.34.54]
85. Susila, T., G.S. Reddy and D. Jyothsna. 2013. Standardization of protocol for in vitro propagation of an endangered medicinal plant Rauwolfia serpentina Benth. Journal of Medicinal Plants Research, 7(29): 2150-2153. [DOI:10.5897/JMPR11.066]
87. Thorpe, T.A. 2007. History of plant tissue culture. Molecular Biotechnology, 37(2): 169-180. [DOI:10.1007/s12033-007-0031-3]
89. Turrea, K.C. 1989. Tissue Culture Media, Composition and Preparation in Tissue Culture Techniques for Horticulture Crops. van Nostard. Remhold, New York.
90. Venkatachalam, P., U. Jinu, M. Gomathi, D. Mahendran, N. Ahmad, N. Geeta and S.V. Sahi. 2017. Role of silver nitrate in plant regeneration from cotyledonary nodal segment explants of Prosopis cineraria L. Druce: A recalcitrant medicinal leguminous tree. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 12: 286-291. [DOI:10.1016/j.bcab.2017.10.017]
92. Whitson, T., L. Burrill, S. Dewey, D. Cudney and B. Nelson. 2000. Weeds of the West. University of Wyoming College of Agriculture.
93. Yang, Y. 2011. Metformin for cancer prevention. Frontiers of Medicine, 5(2): 115-117. [DOI:10.1007/s11684-011-0112-3]
95. Zia, M., Z.F. Rizvi, R. Rehman and M.F. Chaudhary. 2010. Micropropagation of two Pakistani soybean (Glycine max L.) cultivars from cotyledon nodes. Spanish Journal of Agricultural Research, 8(2): 448-453. [DOI:10.5424/sjar/2010082-1193]
97. Zinhari, Z., S.H. Pourseyedi and J. Zolala. 2016. Callus induction and direct shoot regeneration in Lepidium draba L. explants. Journal of Agricultural Biotechnology, 8(2): 31-51 (In Persisn).
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
